近年来, 有关细胞铁代谢的研究已取得了较大的进展[2]。骨髓红细胞可通过转铁蛋白(Tf)结合铁和非Tf结合铁摄入途径获得铁[3,4] 。前者是由Tf与其受体结合,经过细胞内吞、 囊泡内酸化、 铁由囊泡向胞浆跨膜释放、 携带有Tf-受体复合物的囊泡与胞膜融合和 Tf释放与再循环的过程。而非Tf结合铁具有不经细胞内吞、没有钙的依赖性和其它金属元素竞争等特性, 涉及到载体转运、 单纯扩散等机制。在机体或细胞铁缺乏时, Tf结合铁和/或非Tf结合铁摄入的过程表现异常[5,6]。我们基于过去对铁代谢研究的基础,在运动诱导的低铁状态模型大鼠观察骨髓细胞的这两个摄铁过程, 探讨运动对铁代谢影响的细胞机制。
1材料和方法
1.1试剂59FeCl3(18.5×104 Bq/μg)和Na125I 为Amersham公司产品(英国)。Pronase为Calbiochem公司产品(美国)。其它试剂及试剂盒均为Sigma公司产品(美国)。有关铁的分析试剂为最低铁含量的分析纯级试剂。
1.2动物和运动模型雌性Sprague-Dawley 大鼠, 体重190~250 g, 饲养于不锈钢底的标准笼内, 自由饮食, 饲料为PMI nutrition公司成品(No 5001, 美国)。动物分为运动组(n=11) 和对照组 (n=8), 运动组大鼠在水深50 cm和水温35±1℃的有机玻璃游泳池内游泳, 每天1次, 每周游5 d (周六、 日休息)。每次游泳持续时间为: 第1周30 min, 第2周1 h,第3周后固定为1.5 h。运动期长达6个月。对照组除运动外, 其余处理与运动组相同。 运动期满后, 两组均禁食24 h, 动物断头取血。
1.3骨髓单个核细胞的分离胫骨和腓骨折断后, 在断端用0~4℃的生理盐水洗出骨髓细胞, 通过两层尼龙网[7]的细胞悬液被置于单核细胞分离液(histopaque)的上端,密度梯度离心获得骨髓单个核细胞[5]。用Hank平衡液(HBSS, pH 7.4, 4℃)稀释单个核细胞悬液至1×108 细胞/ml, 4℃保存, 3 h内使用。细胞涂片, May-Grünwald-Giemsa染色, 作幼红细胞计数, 总计数为500个单个核细胞。
1.4铁饱和Tf大鼠去铁Tf溶于0.1 mol/L NaHCO3的溶液, 在4℃下用铁溶液饱和Tf[8]。HBSS透析。根据280 nm时溶液的光密度决定Tf的浓度, tf铁饱和时A465 nm/A280 nm 比值在0.045~0.048。-20℃储存备用。
1.5Tf同位素标记 125I和59Fe标记Tf[3]。即大鼠去铁Tf与59Fe饱和后通过层析柱分离得到Tf-59Fe, 再通过氯胺T法与125I反应,在4℃下再通过层析柱分离、 HBSS透析, 得到双标记的Tf。 -20℃储存备用。
1.6Tf结合试验参照Muta等方法[5], 2×105个单个核细胞与不同浓度的标记Tf (0.12~70 nmol/L)在4℃下孵育60 min。为了测定Tf的非特异性结合, 在与上述平行的管中预先加入100倍于标记Tf的非标记Tf。孵育结束后, 细胞悬液置于120 μl二丁基邻苯二甲酸的顶部(400μl Eppendorf离心管), 5000 g 离心1 min (4℃)。切下管尖作放射性计数。
1.7细胞Tf和铁摄入骨髓单个核细胞悬液在37℃下预孵育10 min, 然后加入59Fe-Tf-125I, Tf终浓度为0.5 μmol/L,以不同的时间间隔, 分别吸出100 μl (2×106细胞)的细胞悬液, 用40倍容积的冰冷磷酸盐缓冲液(PBS)以稀释终止铁摄入[4]。2 ml冰冷PBS洗细胞3次后, 加入200 μl Pronase (0.1%), 孵育30 min (4℃), 再洗细胞3次以去除细胞膜表面结合的Tf和铁[3]。为了测定细胞Tf的内吞,细胞悬液置于二丁基邻苯二甲酸的顶部, 离心, 并作管尖125I放射性计数。为了测定细胞内铁的分布, 另一份细胞悬液被转移到一套试管中,低渗透压和洗涤剂[3]同时作用于细胞, 通过离心将细胞浆和膜性成分分开[3], 分别作59Fe放射性计数。
1.8非Tf介导的铁摄入用Fe(Ⅱ)摄入代表非Tf铁摄入[3,4]。59Fe与56Fe以1∶10的摩尔浓度比混合, 再加50倍二巯基乙醇, 用0.27 mol/L的蔗糖溶液稀释到终铁浓度62.5 μmol/L。通过将不同体积的该溶液加入含有5×105 个骨髓单个核细胞的悬液中, 得到不同浓度铁的细胞悬液0.50 ml。 在37℃下孵育30 min后, 用冰冷生理盐水洗细胞3次, 溶解细胞、 离心分开胞浆和膜性成分, 分别作59Fe放射性计数。
1.9其它用氰化钾法测定血液Hb浓度。 用毛细管离心法测量血液红细胞压积(Hct)。使用试剂盒测定血浆铁(PI)浓度和Tf的铁饱和度(TS)。三通道γ计数器(Packard 5003, Packard Instrument Co. 美国)测量放射活性。 Scatchard作图决定Tf特异结合的最大结合位点数和Tf与受体的解离常数。分维分析用于计算细胞内Tf的摄入速度[9]。Fe(Ⅱ)摄入的米氏常数和最大摄入速度由Eadie-Hofstee法决定。数据用均数±标准误表示(x±s),统计学处理采用组间比较的t检验。
2结果
2.1运动对铁状态血液学指标的影响
在运动组Hb浓度和Hct分别为141±7 g/L和(39.7±0.9)%, 而在对照组的相应值是152±8 g/L和(40.4±0.9)%, 两组间Hb浓度和Hct没有显著性差异(P>0.05)。血涂片中两组的红细胞形态大小正常。然而,运动组PI浓度和TS与对照组相比显著降低, 对照组PI和TS分别是32.8±0.48 μmol/L和(43.8±4.9)%,而运动组的相应值分别是19.9±0.19 μmol/L (P<0.001)和(26.3±1.9)% (P<0.01)。尽管Hb和Hct没有发生显著变化,但降低了的PI和TS表明运动诱导了低铁状态。
2.2125I-Tf与受体的结合分析
运动组的骨髓单个核细胞悬液中幼红细胞数为(20.82±2.5)%, 对照组为(14.92±1.6)%。
在对照组, 每个幼红细胞Tf受体平均为890150±164849个, 而运动组的Tf受体数显著增加, 为2175360±462737 (P<0.01)。运动组的Tf与其受体间的解离常数为9.3±1.9 nmol/L, 而对照值为12.7±2.2 nmol/L, 两组间没有显著差别(P>0.05)。这些结果表明, 运动可导致骨髓幼红细胞表面Tf受体表达增加, 但不影响受体与Tf的亲和力。
2.3Tf的内吞和Tf介导的铁摄入
Tf受体介导的Tf内吞在孵育开始时几乎以线性上升, 然后进入内吞平台。在30 min的时间点, 运动组幼红细胞Tf内吞为9.93±2.08 pmol/106细胞,显著高于对照值4.06±0.99 pmol/106细胞(P<0.05)。运动组和对照组大鼠的细胞内同位素铁摄入以线性方式随时间增加, 在5~30 min内的各时间点, 运动组大鼠摄入的铁显著多于对照组。上述结果表明 , 运动引起了幼红细胞Tf的内吞活性和细胞铁摄入增加, 这与2.2中Tf受体表达增加的观察一致。
两组大鼠骨髓幼红细胞摄入铁在不同部分的聚积。运动组大鼠在2, 10, 20 min三个时间点幼红细胞膜性成分中铁的聚积高于相应的对照值,在20和30min两个时间点胞浆铁的聚积高于相应对照值。对铁聚积速度的分析显示, 对照组铁在膜性成分中的聚积速度为3.21±0.59 pmol/(min.106细胞),胞浆中的聚积速度为1.35±0.38 pmol/ (min.106细胞); 而运动组相应值为6.17±1.26 pmol/(min.106细胞)和2.91±0.47 pmol/(min.106细胞), 显著高于对照组(均P<0.05)。
2.4骨髓单个核细胞Fe(Ⅱ)摄入
在运动组, 单位时间内细胞膜性成分和胞浆铁摄入量显著大于对照组
运动组细胞膜性成分的非特异性铁摄入为0.12±0.02 pmol/(min.106细胞), 显著高于对照组0.04±0.01 pmol/(min.106细胞)(P<0.01)。但两组间胞浆的非特异性铁摄入没有显著性差异, 运动组为0.05±0.01 pmol/(min.106细胞), 对照组为0.04±0.01 pmol/(min.106 细胞) (P>0.05)。 在特异性铁摄入过程中, 运动组骨髓单个核细胞的胞浆米氏常数为0.08±0.01 μmol/L,显著低于对照组(0.21±0.03 μmol/L, P<0.01)。 运动组和对照组的细胞膜性成分的米氏常数分别为0.12±0.03 μmol/L和0.15±0.02μmol/L, 没有显著性差别。运动组细胞膜性成分的最大摄入速度为0.33±0.02 pmol/(min.106细胞), 显著高于对照组相应值0.24±0.04 pmol/(min.106 细胞) (P<0.05)。在胞浆部分, 两组的铁摄入最大速度相似, 分别为0.30±0.02 pmol/(min.106细胞)和0.29±0.02 pmol/(min.106细胞) (P>0.05)。上述结果显示, 运动可以引起细胞Fe(Ⅱ)摄入的增加, 铁在向胞浆和膜性结构转运过程中机制不同。
3讨论
有研究表明, 细胞Tf受体介导的Tf结合铁摄入的活动主要由细胞内铁的水平决定。细胞铁缺乏时, 通过Tf受体的转录后调节引起Tf受体表达增加,铁摄入增强。反过来, 细胞Tf受体表达增加,
